Un nouvel organisme modèle pour les travaux pratiques : la levure Schizosaccharomyces pombe

Article publié dans Biologie-Géologie, N°3, 2003

Résumé

Cet article présente l’organisme modèle Schizosaccharomyces pombe et les applications que l’on peut en tirer en travaux pratiques au lycée. Chez cette levure, dont on a terminé récemment le séquençage du génome, existent des souches portant des mutations dans des gènes du cycle cellulaire, en particulier des mutations thermosensibles. Leurs cellules se distinguent aisément au microscope par leur taille et ces souches peuvent être utilisées au lycée dans le cadre des nouveaux programmes de seconde, première S et terminale S. Ce sont notamment les travaux menés sur le cycle cellulaire de S. pombe qui ont conduit à l’attribution du prix Nobel de médecine ou physiologie 2001 en montrant que les mécanismes et les gènes correspondants sont universels chez les êtres vivants.

Introduction

La notion d’organisme modèle en biologie est classique et féconde. Il s’agit d’organismes dont l’étude est facilitée par la conjonction de facteurs favorables comme la petite taille, une méthode de culture simple, la facilité à réaliser des croisements, la production rapide de nombreuses générations, des mutations facilement identifiables, etc. Les travaux sur le colibacille Escherichia coli, la levure Saccharomyces cerevisiae, la drosophile Drosophila melanogaster, le ver nématode Caenorhabditis elegans, la plante Arabidopsis thaliana, pour ne citer que les plus célèbres, ont ainsi été à l’origine des avancées majeures de la biologie depuis 150 ans. Les levures constituent ainsi un des organismes modèles les plus utilisés par les chercheurs et l’intérêt scientifique de la levure Saccharomyces cerevisiae, premier organisme modèle eucaryote dont le génome a été entièrement séquencé en 1996, n’a pas besoin d’être souligné. Ses caractéristiques en font également un modèle pédagogique utilisable à tous les niveaux d’enseignement, unique par sa polyvalence. Une autre levure, Schizosaccharomyces pombe, qui constitue également un organisme modèle pour la recherche en biologie est aussi facile à utiliser dans l’enseignement que S. cerevisiae pour ce qui concerne les problèmes généraux de biologie cellulaire, d’enzymes, de croissance et de métabolisme. Elle se cultive aussi aisément sur un milieu à base d’extrait de levure et de glucose. En outre, ses cellules, plus grandes que celles de la levure de bière et de forme rectangulaire, s’observent plus facilement au microscope, avec ou sans coloration. S. pombe peut exister à l’état diploïde ou haploïde, présente de nombreuses mutations, notamment thermosensibles, et possède un petit génome comportant seulement 3 chromosomes dont le séquençage a été réalisé. Avantage supplémentaire, la morphologie des cellules révèle le moment du cycle cellulaire où elles se trouvent.

1. Un peu d’histoire

La levure Schizosaccharomyces pombe a été isolée pour la première fois en 1890 par le biologiste allemand P. Lindner à partir de bière de millet provenant de Zanzibar en Afrique orientale (pombe signifie bière en Swahili). Pour caractériser son mode de division fissipare par opposition avec le bourgeonnement de la levure de bière Saccharomyces cerevisiae, déjà bien connue à l’époque, il donna au genre le nom de Schizosaccharomyces (schizo : dédoublement) et à l’espèce le nom local de la bière faite avec cette levure, « pombe ». En 1924, A. Osterwalder isola la souche devenue aujourd’hui le modèle principal et elle a été étudiée notamment par C. Eijkman (prix Nobel 1929 pour ses travaux sur le Béribéri qui amenèrent à la découverte des vitamines) à qui l’on doit le dessin d’observation ci-dessous.


Cellules de Schizosaccharomyces pombe (dessin de C. Eijkman)

Les recherches sur le cycle cellulaire de ces levures ont été engagées par Murdock Mitchison en 1957 et, aujourd’hui, les principaux mécanismes de contrôle en ont été élucidés. Les travaux sur S. pombe, mais également sur l’embryon d’oursin, qui ont conduit à l’identification des principales  protéines contrôlant le cycle cellulaire, à la caractérisation de leurs fonctions et à la mise en évidence de leur caractère universel, ont valu le prix Nobel de médecine et de physiologie en 2001 à Leland Hartwell, Paul Nurse et Tim Hunt. Le séquençage du génome de S. pombe, terminé en 2002, a révélé 4 824 gènes codant des protéines dont un quart étaient déjà connues. C’est le plus petit nombre de protéines connu pour une cellule eucaryote. Au moins 50 des gènes identifiés sont également impliqués dans des maladies humaines dont la moitié sont des cancers. Le génome haploïde comporte 13,8 millions de bases (Mb) réparties sur 3 chromosomes (I : 5,7 Mb ; II : 4,6 Mb ; III : 3,5 Mb). Ceci correspond à une taille génétique totale de 2 100 centimorgans. Environ 60 % du génome code des protéines (2 % chez l’homme).
S. pombe descend des Archaeascomycètes, une branche ancienne des champignons ascomycètes qui s’est séparée de celles des Hémiascomycètes (S. cerevisiae) et des Euascomycètes (Neurospora, Aspergillus) il y a un milliard d’années. La séparation des lignées de S. pombe, de S. cerevisiae et de la lignée dont descend l’homme remonte à peu près à la même époque. Or, des gènes clés pour la vie de la cellule, notamment ceux impliqués dans le contrôle du cycle cellulaire, ont été conservés au cours de l’évolution comme le montre la très importante identité de séquences retrouvée non seulement entre les gènes homologues de ces trois espèces mais aussi avec d’autres espèces (oursin, drosophile). À l’heure où les outils dont on dispose dans l’enseignement permettent non seulement d’observer, de photographier voire de filmer des microorganismes inoffensifs comme les levures mais aussi de comparer des séquences de gènes ou de manipuler des modèles moléculaires, S . pombe constitue un modèle pédagogique extrêmement intéressant et peu coûteux dont quelques applications possibles en travaux pratiques sont présentées dans cet article.

2. La biologie de Schizosaccharomyces pombe

2.1 Les cellules

Les cellules de cette levure peuvent être aisément observées au microscope optique en suspension dans une goutte d’eau. Une colonie provenant d’une culture sur boîte est suspendue dans 10 mL d’eau physiologique et une goutte de cette suspension est déposée sur une lame porte objet et recouverte d’une lamelle. On peut mélanger l’échantillon avec une goutte de glycérol afin de limiter l’évaporation pour observer plus longtemps. On peut aussi mélanger l’échantillon avec une goutte de bleu de méthylène ou tout autre colorant cytologique général.
Les cellules ont une forme cylindrique avec des extrémités arrondies. On peut les mesurer avec un micromètre oculaire étalonné et déterminer leur concentration avec une lame de comptage, activités qui trouvent leur place en travaux pratiques, quel que soit le niveau. Les cellules haploïdes mesurent de 3 à 4 µm de large sur 6 à 15 µm de long selon la période du cycle cellulaire. Les cellules diploïdes ont des dimensions de 4 à 5 µm sur 10 à 25 µm. En poids sec, 1 à 2 milliards de cellules représentent 0,5 g. Les photographies ci-dessous montrent les cellules sans coloration dans une lame de comptage et colorées par le bleu de méthylène qui a l’avantage de marquer négativement la paroi.

 
Cellules haploïdes de S. pombe
A gauche, observation vitale, x 600  Lame de numération Kova (épaisseur moyenne des traits de grille : 15 µm)
A droite, coloration par le bleu de méthylène, x 600

On reconnaît la forme caractéristique en bâtonnet des cellules de S. pombe. L’épaisseur des traits de grille de la lame de comptage permet de constater que les plus grandes cellules mesurent quelque 15 µm et les plus petites 6 µm (il s’agit de cellules haploïdes).

2.2 Le cycle biologique de S. pombe

S. pombe est appelée aussi levure fissipare car contrairement à S. cerevisiae  elle ne se multiplie pas par bourgeonnement mais par fission transversale comme on peut l’observer sur le cliché ci-dessus à droite (coloration par le bleu de méthylène).
Les cycles végétatifs sont en général haploïdes mais, dans certaines conditions, deux cellules peuvent fusionner si elles présentent les types sexuels opposés h+ et h-, ce qui aboutit à un zygote susceptible de donner un cycle végétatif diploïde. Les cellules diploïdes peuvent aussi subir la méiose et donner quatre ascospores à l’origine de nouvelles cellules haploïdes. Le schéma ci-dessous résume ce cycle biologique qui peut être mis en parallèle avec celui de Sordaria dont l’étude fait partie du programme de terminale S. On verra en outre que S. pombe peut aussi servir de support en terminale S à des activités pratiques liées aux problèmes d’évolution.

Cycle biologique de S. pombe


En seconde, outre les activités classiques comme les préparations microscopiques, observations et mesures qui trouvent leur place dans le chapitre intitulé « La cellule, unité structurale et fonctionnelle du vivant » il est aussi possible d’utiliser S. pombe pour des études sur les métabolismes respiratoire et fermentaire comme on le fait habituellement avec S. cerevisiae. Mais ce sont les mutations entraînant des anomalies du cycle cellulaire qui peuvent donner lieu à des activités originales.

3. Les enseignements du cycle cellulaire de S. pombe

3.1 Le cycle cellulaire de S. pombe

Le cycle cellulaire de S. pombe est quelque peu atypique parmi les eucaryotes bien qu’il présente aussi la succession d’une interphase, divisée en phases G1 (presque inexistante), S et G2, et d’une mitose aboutissant à deux cellules filles. Les cellules de S. pombe augmentent de taille progressivement au cours du cycle et présentent une taille déterminée selon la phase dans laquelle elles se trouvent. Lorsque la paroi transversale s’est formée et que les cellules filles mesurent 6 à 7 µm, elles ont déjà terminé la phase S de l’interphase et sont entrées en phase G2, la plus longue du cycle chez S. pombe (voir diagramme ci-après). Le noyau contient dès lors une quantité d’ADN égale à 67,6 fg (33,8 fg avant la phase S). La croissance de la cellule commence du côté opposé à la paroi néoformée et se poursuit jusqu’à atteindre une taille de quelque 9 µm atteinte environ au 1/3 du cycle. À ce stade, appelé en anglais NETO (New end take off : démarrage de l’extrémité nouvelle) la croissance reprend aussi du côté opposé. Lorsque la cellule atteint 10-12 µm, elle entre en phase M mais l’enveloppe nucléaire ne se désagrège pas, contrairement à ce que l’on observe chez les organismes pluricellulaires. Un fuseau de division se forme et les noyaux fils se séparent. La cellule passe alors brièvement en phase G1 tandis qu’une paroi transversale se forme au centre de la cellule mère qui atteint alors une taille de 12-14 µm. La phase S démarre immédiatement puis les cellules filles qui mesurent 6 -7 µm se séparent alors qu’elles ont entamé la phase G2. La durée moyenne du cycle cellulaire à 20°C est d’environ 3 h.
Le cycle de la levure S. pombe présente donc quelques caractéristiques originales par rapport aux cycles habituellement observés chez les autres cellules eucaryotes : phase G1 très courte, phase G2 très longue, séparation des cellules en phase S et non en fin de phase M, maintien de l’enveloppe nucléaire pendant la division. Dans la figure ci-dessous, on a superposé les phases du cycle cellulaire et des clichés de cellules au grossissement 600 du microscope, colorées par le bleu de méthylène.

Cycle cellulaire de S. pombe et taille des cellules

En pratique, il suffit donc de mesurer la taille d’une cellule pour déterminer à quelle étape du cycle cellulaire elle se trouve. Un exemple en est donné ci-dessous.


Différentes phases du cycle cellulaire de S. pombe
(coloration par le bleu de méthylène, x 1000)

Les jeunes cellules (1) viennent de se séparer. Elles ont terminé leur phase S et entrent en phase G2 tandis qu’elles entament leur croissance. Les cellules filles (2) et (3), restées attachées en formant une figure en V renversé, ont progressé dans la phase G2. Leur croissance a d’abord intéressé l’extrémité ancienne de la cellule un peu plus effilée que l’extrémité issue de la paroi transversale. La cellule (3) qui mesure déjà quelque 12 µm a dû entrer en phase M et une ébauche de paroi transversale commence à se former. Dans la cellule (4), la paroi transversale est plus avancée et elle est soulignée par un épaississement de la paroi longitudinale. Ceci correspond au passage phase M – phase G1. Enfin, dans la cellule (5), la paroi transversale est terminée mais les cellules filles sont restées attachées par leur extrémité nouvelle. Une des cellules filles est déjà en fin de division, donc en fin de phase S, tandis que la paroi transversale de l’autre est à peine commencée montrant qu’elle se situe en M ou G1. Ces deux cellules sont donc désynchronisées.
L’ensemble des phases du cycle s’observe ainsi aisément au microscope optique sur une population en croissance. La coloration par le bleu de méthylène qui différencie la paroi du cytoplasme permet d’identifier facilement la formation de la paroi transversale.

3.2 Mutations affectant le cycle cellulaire

De nombreux gènes impliqués dans le contrôle du cycle cellulaire (notamment les gènes cdc : cell division cycle) sont communs à tous les eucaryotes mais ils ont été identifiés en premier lieu chez les levures. Leurs mutations chez les levures ont permis d’expliquer les mécanismes moléculaires forts complexes qui assurent le bon déroulement du cycle cellulaire même si l’on est encore loin de comprendre tous les mécanismes impliqués. Certaines mutations qui perturbent le bon déroulement du cycle se traduisent phénotypiquement par une différence de taille des cellules, ce qui permet d’identifier aisément les mutants. En outre, l’existence de mutations thermosensibles (qui ne s’expriment qu’à une température donnée) constitue également un avantage car il est possible d’observer et d’étudier les effets phénotypiques de ces mutations à une température donnée et de propager la souche à une autre température. Des mutations létales peuvent être ainsi conservées même à l’état haploïde.
Les mutations qui retardent ou empêchent la division allongent le cycle cellulaire sans affecter la croissance et se traduisent par une taille des cellules plus grande que la normale. Il en est ainsi de certaines mutations affectant le gène cdc2 (pour cell division cycle) comme cdc2-33 qui bloque un signal nécessaire à la transition G2-M, c’est à dire à l’entrée en mitose. Cette mutation récessive est conditionnelle : elle ne s’exprime qu’à la température restrictive (> 35°C). Ainsi, lorsque les cellules sont cultivées à la température restrictive, elles grandissent jusqu’à une taille de plus de 14 µm sans se diviser. Le cliché ci-dessous montre les cellules de cette souche cultivées à 37°C pendant une journée. L’encart montrant des cellules cultivées à 20°C permet de comparer l’aspect des cellules.

Cellules de S. pombe cdc2-33 cultivées à 37°C
Observation vitale, x 600 (encart : souche normale)

Inversement, les mutations qui accélèrent le cycle et aboutissent à une division prématurée se traduisent par une taille des cellules diminuée. Ainsi, une autre mutation du gène cdc2, appelée  cdc2-3w, se traduit par un signal d’entrée en mitose produit prématurément. Ceci aboutit à une division précoce des cellules qui ont dès lors une taille plus petite que la normale (phénotype wee : petit en Écossais). Il s’agit d’un allèle dominant.


 Cellules de S. pombe cdc2-3w
Observation vitale, x 600 (encart : souche normale)

Ce type d’observation est particulièrement pertinent en seconde pour démontrer que  différents allèles d’un même gène conduisent à des effets opposés se traduisant par des phénotypes différents qu’il est possible d’identifier aisément au microscope, même sans coloration particulière comme le montrent les clichés ci-dessus. L’observation microscopique des cellules après repiquage des souches permet de confirmer qu’il s’agit bien d’un caractère héréditaire. Ces souches mutantes peuvent ainsi servir de support pratique en seconde lors du chapitre intitulé « La cellule fonde l’unité et la diversité du vivant ». Il y est en effet précisé : Les activités fondamentales des cellules telles que le métabolisme et la division sont sous le contrôle d’un programme génétique.
En outre, ces observations montrent, non seulement, que le cycle cellulaire dépend du génotype mais aussi que l’expression des allèles dépend également de l’environnement, concept à la base du programme de première S. C’est pourquoi l’observation de cellules de diverses souches, notamment thermosensibles cultivées dans des conditions de température différentes, permet d’aborder concrètement ce problème dans cette classe. Les préparations microscopiques dont les clichés sont présentés ci-dessous montrent ainsi les trois phénotypes cellulaires correspondant aux trois allèles du gène cdc2 évoqués précédemment. Les cellules ont été colorées par le bleu de méthylène. À gauche, des cellules cdc2-33 thermosensibles cultivées à 20°C, au centre les mêmes cellules cultivées à 38°C et à droite des cellules cdc2-3w de phénotype wee, qui ne dépend pas de la température.

 
                 Phénotype normal                                         Cellules géantes                                                Phénotype wee
            (cdc2-33 cultivées à 20°C)                            (cdc2-33 cultivées à 37°C)                                             (cdc2-3w)
Différents phénotypes cellulaires chez S. pombe (coloration par le bleu de méthylène, x 600)

En seconde, à partir du constat que des allèles différents d’un même gène conduisent à des phénotypes cellulaires différents, on pourra comparer les séquences d’ADN des allèles : un logiciel de traitement de séquences de macromolécules comme le logiciel Anagène disponible au CNDP permet d’identifier et de caractériser diverses mutations du gène cdc2. Les images ci-dessous montrent les résultats de la comparaison des séquences de divers allèles du gène cdc2 avec le logiciel Anagène. Ce type de comparaison permet de s’interroger sur les relations entre génotype et phénotype.






Comparaison de la séquences des allèles avec ANAGENE

On peut obtenir les séquences de ces six allèles du gène cdc2 de la levure S. pombe sur le site Biotic de l’INRP à l’adresse suivante :
http://www.inrp.fr/Acces/biotic/genetic/cdc2/html/telechar.htm
Si on ne dispose pas de ce logiciel, des traitements similaires sont disponibles sur les banques de données internationales en utilisant le réseau Internet.
En première S on pourra partir des séquences des protéines pour élaborer diverses hypothèses quant aux conséquences moléculaires de ces mutations sur les protéines et examiner sur un modèle tridimensionnel d’une protéine cdc quelles régions de la protéine sont affectées par ces mutations.

4. Aspects moléculaires

4.1 La signalisation moléculaire au cours du cycle cellulaire


Le gène cdc2 de S. pombe, dont les homologues chez les autres espèces sont appelés désormais cdk1 (cyclin dependant kinase), code une protéine kinase cycline-dépendante appelée p34cdc2. C’est une petite protéine de 34 kd qui intervient à différentes moments du cycle cellulaire en phosphorylant d’autres protéines cibles. Chez les métazoaires comme la drosophile, le xénope et l’homme, la protéine p34 est indispensable notamment à l’entrée en mitose. Chez S. pombe, elle est impliquée dans le déclenchement du démarrage du cycle en G1 ainsi que dans la transition G2-M. Les gènes cdk présentent d’importantes homologies de séquences chez les différentes espèces étudiées ce qui peut constituer un bon exemple d’étude des homologies moléculaires en terminale S dans le cadre des chapitres sur l’évolution. Le gène cdk1 s’est remarquablement conservé au cours de l’évolution au point qu’il est possible de le remplacer chez la levure par son homologue humain. Les séquences de différentes espèces préparées pour le logiciel Anagène sont également proposées sur le site Biotic. La figure ci-dessous présente ainsi la comparaison des 100 premiers acides aminés de la protéine cdc2 chez six espèces, l’homme, le rat, le xénope, la drosophile, l’arabette et la levure.


Comparaison de la structure primaire de la p34cdc2 chez six espèces

Comme leur nom l’indique, ces protéines ne sont actives que si elles sont combinées à une autre protéine appelée cycline. On connaît différentes cyclines, dont la concentration varie régulièrement au cours du cycle en fonction du rapport entre leur transcription et leur dégradation qui dépend d’un mécanisme de protéolyse dépendant de l’ubiquitine. En outre, des cyclines différentes s’associent à la même kinase à des moments différents du cycle pour constituer différents types de signaux. La fonction des protéines cdk consiste à modifier par phosphorylation à partir de l’ATP des protéines cibles indispensables au bon déroulement du cycle cellulaire. Ces kinases sont elles mêmes régulées de façon comparable par phosphorylation et déphosphorylation assurées par d’autres kinases et phosphatases selon des voies régulatrices complexes. Le schéma ci-dessous présente par exemple la séquence d’activation simplifiée de la p34cdc2 qui associée à la cycline B codée par cdc13 constitue le signal d’entrée en mitose chez S. pombe.


Activation de la protéine cdk1 au cours du cycle cellulaire de S. pombe

4.2 Structure et fonction des protéines cdc2

L’étude des allèles cdc2-33 et cdc2-3w de S. pombe montre que des mutations différentes du gène cdc2 peuvent avoir des effets opposés. Comment peut-on relier ces mutations à la structure moléculaire de la protéine, problème pertinent en première S ?
La structure tridimensionnelle de la protéine p34cdc2 de S. pombe n’a pas été établie (en 2003), mais celle de la cdk2 humaine (298 acides aminés) qui est très similaire a été établie par radiocristallographie X et peut servir de prototype. Son image au format pdb est présentée ci-dessous en représentation en rubans dont les couleurs distinguent les différentes structures secondaires.


Structure tridimensionnelle de la protéine cdk2 humaine
(Image Rasmol. Représentation en rubans. Rouge : hélice alpha ; vert : feuillet bêta)

Les protéines cdk comportent environ 300 acides aminés (297 pour cdk1 de S. pombe, D. melanogaster et H. sapiens). Leurs similitudes de séquence suggèrent selon toute vraisemblance une structure tertiaire comparable. Les protéines cibles sont elles aussi hautement conservées et sont phosphorylées par cdk1 au niveau d’un site bien défini dont la séquence consensus est de la forme : S/T*-P-X-K/R (S/T* : sérine ou thréonine phosphate ; P : proline ; X : tout aminoacide ; K/R : lysine ou arginine).
La protéine cdk2 a une forme grossièrement allongée et mesure environ 6 nm de long sur 4 nm de large. Elle comporte deux régions principales. La région N-terminale, en haut, est formée principalement de feuillets bêta (en vert) et d’une hélice alpha large (en rouge) qualifiée de PSTAIRE en raison de sa séquence d’acides aminés strictement conservée dans les différentes protéines cdk au cours de l’évolution. Cette caractéristique peut être exploitée en terminale S. PSTAIRE correspond à la séquence de l’hélice représentée avec le code à une lettre des acides aminés soit : proline-sérine-thréonine-alanine-isoleucine-arginine-acide glutamique. La région C-terminale, en bas, est plus volumineuse. Elle est formée principalement par 5 hélices alpha (en rouge). L’ATP (non représenté), substrat servant à la phosphorylation des protéines cibles, se place dans la fente délimitée par les deux régions principales mais l’entrée de la fente est bloquée par une boucle dite T. La phosphorylation sur la thréonine 14 et sur la tyrosine 15 inactive la protéine tandis que la phosphorylation de la thréonine 160 est nécessaire à son activité. Les événements de phosphorylation - déphosphorylation modifient la conformation de la protéine, notamment la position de l’hélice PSTAIRE et de la boucle T par rapport à l’ouverture de la fente où se trouve le site actif. Le modèle ci-dessous montre la structure générale de la molécule avec différentes représentations permettant de distinguer les régions essentielles comme l’hélice PSTAIRE, les trois sites de phosphorylation et la boucle T.


Modèle tridimensionnel de la protéine cdk2 humaine (Image Rasmol annotée).
Le squelette carboné est représenté en rubans avec les hélices alpha en rouge, les feuillets bêta en vert et le reste de la molécule en gris. Les sites de phosphorylation responsables de l’inactivation (thr14 et tyr15) sont représentés en boules et bâtonnets tandis que le site de phosphorylation responsable de l’activation (thr160) est représenté en sphères. L’hélice alpha PSTAIRE est représentée en bâtons et la boucle d’activation T en squelette carboné.

En première S, il pourra être intéressant de rechercher quels sont les acides aminés affectés par les mutations étudiées : dans le cas de l’allèle cdc2-33 le signal d’entrée en mitose est absent car la protéine est inactive alors que dans le cas de l’allèle cdc2-3w le signal est prématuré car la protéine est active en permanence faute de dégradation.
Les logiciels RASMOL ou RASTOP ainsi que l’utilitaire CHIME pour le Web permettant d’afficher et de manipuler de tels modèle moléculaires sont librement téléchargeables sur le site Biogeo de l’INRP à l’adresse suivante :
http://www.inrp.fr/Acces/Biogeo/model3d/visu3d.htm

Conclusion

Les caractéristiques exceptionnelles des levures en font des organismes modèles parmi les plus utilisés par les chercheurs et leur étude a conduit à des avancées majeures de la biologie. S. pombe constitue également un outil pédagogique exceptionnel car son utilisation est particulièrement aisée et permet d’aborder pratiquement divers problèmes scientifiques liés, notamment, mais pas seulement, aux relations génotype – phénotype. Depuis les observations et mesures au microscope jusqu’à la manipulation de modèles moléculaires tridimensionnels en passant par les traitements de séquences d’ADN et de protéines, on peut envisager de traiter des problèmes variés. L’existence dans le commerce pour un coût modique de diverses souches mutantes faciles à distinguer au microscope, en particulier les mutants thermosensibles, fait de S. pombe un modèle pédagogique du plus grand intérêt, d’autant que de nombreuses données scientifiques, comme les séquences des gènes, sont disponibles via Internet. En accord avec les programmes et les instructions officiels, des travaux pratiques comportant des activités scientifiques diverses mais complémentaires destinées à résoudre différents problèmes scientifiques peuvent ainsi être mises en œuvre à partir de ce modèle, de la seconde à la terminale.

NB Les souches de Schizosaccharomyces pombe citées dans cet article peuvent être obtenues auprès de la société SORDALAB spécialisée dans la production de kits de travaux pratiques prêts à l’emploi.
SORDALAB
Z.A. Les Poupettes 91580 Villeneuve sur Auvers 
Téléphone : 01 69 92 26 72  Télécopie : 01 69 92 26 74 
sordalab@wanadoo.fr
http://www.sordalab.com/

Bibliographie
A. Nasim, P. Young & B. F. Johnson
Molecular Biology of the Fission Yeast
CELL BIOLOGY Academic Press, 1989

Sites Internet

INRP (en Français) :
http://www.inrp.fr/Acces/biotic/genetic/cdc2/html/quidcdc2.htm
Bulletin du Cancer octobre 2001 (en Français) :
http://www.john-libbey-eurotext.fr/articles/bdc/88/10/937/
Université d’Amsterdam  (en Anglais) :
http://www.bio.uva.nl/pombe/handbook/
The University of Manchester (en Anglais) :
http://www.teaching-biomed.man.ac.uk/ramsay/pomov.htm
National Institutes of Health (en Anglais) :
http://dir.nichd.nih.gov/Interest_Groups/yeast/index.html
Sanger Institute (en Anglais) :
http://www.sanger.ac.uk/Projects/S_pombe/

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