UN MODULE POUR L’ETUDE DE LA TRANSPIRATION
DES PLANTES PAR EXAO
(Expérimentation Assistée par Ordinateur)
VEGETOR



VEGETOR a obtenu le CERVOD d'or du salon EDUCATEC 1996 (Concours d'Etudes et de Réalisation pour la Valorisation des Outils Didactiques)
CERVOD


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Introduction

Le module VEGETOR est un dispositif électronique conçu pour être utilisé avec une interface d’acquisition de données reliée à un ordinateur et comporte deux capteurs sensibles au taux d’humidité de l’air.

Il permet donc, non seulement, de réaliser des mesures de l’humidité relative (HR) de l’air atmosphérique mais aussi d’étudier tout phénomène au cours duquel de la vapeur d’eau est produite ou consommée. La transpiration des plantes, émission de vapeur d’eau par le végétal, est le principal mécanisme assurant les mouvements d’eau au sein de la plante. Le degré d’ouverture des stomates dépend du jeu simultané de multiples facteurs. Les expériences proposées dans cette notice permettront d’explorer l’action de certains d’entre eux. Elles ne sont toutefois pas limitatives et chacun pourra imaginer d’autres protocoles permettant d’explorer d’autres aspects du flux hydrique à travers les plantes.

Aspects pédagogiques

Le programme de seconde 1995 prévoit dans la partie " Organisation fonctionnelle des êtres vivants " l’étude des fonctions de nutrition et de l’organisation chez les végétaux vasculaires à la fois de façon générale et pour établir les relations structures - fonctions des différents types cellulaires identifiés chez les plantes. Un chapitre est consacré à l’approvisionnement en matières premières avec comme objectifs cognitifs, la connaissance des principaux mécanismes gouvernant les flux liquides et gazeux à travers le végétal. Diverses expériences et observations sont classiquement mises en œuvre dans ce but : expériences avec un potomètre et observations microscopique des divers tissus impliqués.

Ce système rend possible l’étude de la transpiration par ExAO directement sur une plante enracinée. On pourra ainsi mesurer l’intensité de la transpiration dans les conditions naturelles, comparer l’activité des faces supérieures et inférieures d’une feuille, expérimenter en faisant varier tel ou tel facteur : intensité lumineuse, température du sol, quantité d’eau du sol, teneur en dioxyde de carbone de l’air etc. On trouvera plus loin des suggestions pour la réalisation de certaines de ces expériences ainsi que les résultats obtenus dans le cadre d’investigations menées sur les facteurs influençant l’émission de vapeur d’eau par les feuilles des plantes.

Principes de fonctionnement

L’enceinte est divisée en deux chambres séparées par une cloison comportant une valve anti-retour. La première chambre est destinée à recevoir un des deux capteurs d’humidité et la seconde comporte le matériel biologique en expérience constitué d’une ou plusieurs feuilles d’une plante en pot ou d’une feuille isolée dont le pétiole trempe dans l’eau. On peut aussi placer dans cette chambre un capteur de lumière et un capteur de température. Le deuxième capteur d’humidité peut être placé soit dans cette chambre soit dans un tube relié à la chambre par un tuyau. Un courant d’air produit par une pompe circule à travers l’enceinte. Le capteur placé dans la première chambre mesure HR à l’entrée du système. Le deuxième capteur mesure HR à la sortie de l’enceinte. La différence de HR entre l’air pénétrant dans l’enceinte et l’air sortant de l’enceinte est proportionnelle à l’intensité de transpiration de la plante.

En faisant varier un des facteurs qui agissent sur ce phénomène, on pourra en mesurer l’effet sur l’intensité de la transpiration.

La transpiration végétale est un phénomène complexe. Même si l’on a beaucoup progressé depuis quelques années dans la compréhension de ses mécanismes, ils ne sont pas entièrement élucidés pour l’ensemble des plantes. C’est pourquoi on peut obtenir des résultats éminemment variables selon les espèces utilisées et selon les conditions dans lesquelles se déroulent les expériences menées avec le module Vegetor. Dans le but de faciliter l’interprétation des résultats expérimentaux obtenus avec ce dispositif, un résumé des connaissances concernant la transpiration est exposé ci-dessous.


LA TRANSPIRATION VEGETALE

La transpiration est définie comme l’émission d’eau à l’état de vapeur par le végétal dans l’atmosphère non saturée en humidité.

C’est le mécanisme essentiel permettant le maintien de l’équilibre hydrique des végétaux car elle est responsable de la circulation de l’eau à l’intérieur de la plante et des échanges entre le sol, la plante et l’atmosphère.

Généralités

Les valeurs maximales de la transpiration pour la plupart des végétaux de nos régions (mésophytes) sont de l’ordre de 2 à 6 milligrammes d’eau par minute et par gramme de feuille ce qui correspond à quelques grammes par heure et par décimètre carré de feuille.

Le circuit de l’eau qui traverse les plantes est ouvert par rapport au milieu environnant : on parle de continuum sol-plante-atmosphère (CSPA). L’eau est absorbée au niveau des racines, passe dans les vaisseaux du bois, où elle constitue la sève brute, puis la plus grande partie s’évapore dans l’atmosphère au niveau des feuilles, le reste entrant dans la composition de la sève élaborée qui circule dans les vaisseaux du liber.

L’évaporation au niveau des feuilles " tire " l’eau qui constitue une colonne continue depuis les racines jusqu’au sommet de la plante. C’est le mécanisme essentiel, purement physique, qui assure les mouvements d’eau au sein de la plante et qui conditionne donc l’intensité de l’absorption racinaire, c’est à dire l’approvisionnement en eau et en ions de la plante. Aussi, la mesure de la quantité d’eau émise par transpiration peut également permettre d’apprécier la quantité d’eau absorbée par les racines.

La transpiration consomme 40 % de l’énergie solaire captée par la plante. Outre son rôle essentiel dans l’ascension de la sève brute et le contrôle de l’équilibre hydrique, elle contribue aussi aux mouvements de la sève élaborée et permet d’abaisser la température des feuilles de quelques degrés par fortes chaleurs.

Deux contraintes opposées s’exercent sur la transpiration : celle de l’équilibre hydrique du végétal et celle de l’approvisionnement carboné. En effet, si la transpiration met en mouvement le flux hydrique à travers la plante, elle est aussi la cause des pertes d’eau. De plus, la source de carbone des végétaux chlorophylliens, le dioxyde de carbone atmosphérique, pénètre dans les feuilles par les stomates qui sont aussi le site de l’émission d’eau dans l’atmosphère.

Les stomates constituent donc une interface stratégique pour le fonctionnement de la plante. Les régulations qui s’exercent sur leur fonctionnement doivent permettre simultanément l’absorption racinaire de l’eau et son transport, l’approvisionnement carboné et la limitation des pertes d’eau à un niveau compatible avec la survie de la plante malgré les variations rapides des facteurs environnementaux.

Transpiration cuticulaire et transpiration stomatique

La transpiration s’effectue en partie à travers la cuticule épidermique (transpiration cuticulaire) et majoritairement (environ 90 % chez la plupart des mésophytes) à travers les stomates (transpiration stomatique).

La cuticule est un revêtement plus ou moins imperméable qui incruste la face externe des parois des cellules épidermiques. La transpiration cuticulaire dépend de la perméabilité de la cuticule liée à sa constitution chimique et à son épaisseur. Les variations de la transpiration cuticulaire obéissent exclusivement aux lois physiques gouvernant l’évaporation et dépendent donc uniquement, pour une plante donnée, des facteurs externes.

Les stomates sont formés de deux cellules chlorophylliennes réniformes (cellules stomatiques ou cellules de garde) dont les parois internes concaves et épaissies sont opposées et ménagent entre elles un orifice, l’ostiole. Sous les stomates se trouve une cavité, la chambre sous-stomatique séparant l’épiderme du parenchyme chlorophyllien (mésophylle). L’ostiole met donc en communication l’atmosphère interne de la feuille au niveau de la chambre sous-stomatique avec l’atmosphère extérieure.



Détail de deux stomates (microscope optique X 600)
Chaque stomate est formé par deux cellules de garde réniformes portant un épaississement interne. Elles délimitent l'orifice de l'ostiole. Noter la présence de chloroplastes à l'intérieur des cellules de garde.
Stomate dans une coupe transversale d'épiderme
(microscope optique X 100)

Les stomates mesurent de 5 à 30 µm et leur densité varie de 0 à 300 par mm2 selon l’espèce, la face supérieure ou inférieure de la feuille et les conditions dans lesquelles la plante s’est développée. Ouverts au maximum, ils ne représentent que 2 à 3 % de la surface foliaire. Pourtant, une feuille dont les stomates sont ouverts au maximum évapore une quantité d’eau voisine de celle perdue par une surface d’eau de même dimension dans les mêmes conditions (vent, température etc.).

Au contraire de la transpiration cuticulaire, la transpiration stomatique est en partie contrôlée par la plante qui peut modifier le diamètre des ostioles et donc faire varier le débit du flux gazeux à travers les stomates. Le degré d’ouverture des ostioles dépend de l’état de turgescence des cellules de garde et de la différence de turgescence entre celles-ci et les cellules épidermiques qui les entourent.

Lorsque la turgescence des cellules de garde augmente ou lorsque la pression exercée par les cellules épidermiques environnantes diminue, les cellules de garde ont tendance à s’écarter ce qui augmente le diamètre de l’ostiole en raison de la paroi interne épaissie de forme concave des ces cellules. Au contraire, lorsqu’elles perdent de l’eau ou lorsque la pression exercée par les cellules environnantes augmente, elles ont tendance à s’accoler ce qui diminue le diamètre de l’ostiole. Il n’y a donc pas de relation de cause à effet entre l’ouverture des stomates et la turgescence totale de la feuille mais entre les différences de turgescence des deux types de cellules épidermiques.

Le degré de turgescence des cellules stomatiques est lié aux variations de leur potentiel osmotique qui dépend lui-même de multiples facteurs internes et externes. C’est pourquoi la transpiration dépend elle-même de multiples facteurs.

Facteurs influençant la transpiration

Au niveau de la plante, la transpiration stomatique dépend de la surface d’évaporation et donc du nombre de feuilles, de leur constitution et de la densité des stomates. En outre, de nombreux facteurs environnementaux affectent la transpiration.

Humidité du sol

Lorsque le sol se dessèche, la transpiration diminue. Cette réponse a longtemps été expliquée en considérant que la diminution du flux hydrique entraînerait automatiquement une modification du potentiel hydrique foliaire et la fermeture des stomates à partir d’un certain seuil. Cependant diverses expériences récentes ont montré que ce mécanisme était souvent insuffisant pour rendre compte à lui seul du comportement des stomates. D’autres résultats expérimentaux ont permis de montrer qu’il existait chez diverses plantes un mécanisme supplémentaire de rétrocontrôle faisant intervenir une hormone végétale, l’acide abcissique (ABA). En conditions de sécheresse, les racines synthétisent l’ABA. Transportée par la sève brute, cette hormone agit sur les stomates en provoquant leur fermeture. La sécheresse stimule aussi considérablement la synthèse de l’ABA dans les feuilles. L’ABA bloque le fonctionnement des ATPases membranaires entraînant une baisse de la turgescence des cellules de garde et la fermeture des stomates. Ce mécanisme permet une adaptation rapide au stress hydrique. L’ABA administré artificiellement a le même effet sur les stomates.

Humidité de l’air

Les cellules épidermiques perdent leur eau plus facilement que les cellules stomatiques dont la paroi est plus épaisse. Aussi, une sécheresse modérée provoque une diminution de la turgescence des cellules épidermiques sans modifier notablement celle des cellules stomatiques. La pression exercée par les cellules épidermiques sur les cellules stomatiques diminue et les ostioles ont tendance à s’ouvrir augmentant ainsi la transpiration. Si la sécheresse de l’air augmente au point d’entraîner l’évaporation de l’eau des cellules stomatiques, la diminution de leur turgescence tend à les accoler plus étroitement ce qui diminue le diamètre des ostioles et aboutit à une diminution de la transpiration.

Température

La température agissant également sur l’évaporation de l’eau cellulaire, son augmentation entraîne pour les mêmes raisons une augmentation de l’ouverture des stomates et donc une augmentation de la transpiration. De même, au delà de 25 à 30°C, elle provoque la fermeture des stomates et donc une diminution de la transpiration.

Agitation de l’air

Le vent a une action similaire puisque l’évaporation est favorisée par le renouvellement de l’air au voisinage des feuilles. Lorsque sa vitesse augmente, il entraîne d’abord l’ouverture des stomates puis, au delà d’un seuil, leur fermeture.

Lumière

Chez la plupart des plantes, la lumière entraîne l’ouverture des stomates et donc l’augmentation de la transpiration. Toutefois, la sensibilité des plantes varie largement selon l’espèce. Contrairement aux facteurs précédents, l’action de la lumière - si l’on excepte l’échauffement - ne s’exerce pas sur l’évaporation de l’eau cellulaire mais sur le métabolisme des cellules stomatiques. Elle stimule l’activité de leurs ATPases membranaires fonctionnant comme des pompes d’échange K+/H+. Le K+ s’accumule dans les vacuoles et il en résulte une entrée d’eau dans les cellules de garde et donc une augmentation de la pression de turgescence qui ouvre les stomates. Ceci s’accorde avec le fait que la fusicoccine, une toxine synthétisée par un champignon qui stimule les pompes à protons, provoque l’ouverture des stomates. Au contraire, l’acide abcissique dont on a vu plus haut qu’il provoquait la fermeture des stomates et dont la synthèse est stimulée par la sécheresse, inhibe les ATPases membranaires.

Les stomates se ferment la nuit (alors que la turgescence de la feuille est maximale) parce que le potassium cesse d’être pompé dans les cellules stomatiques.

Plantes de type CAM (Crassulean Acid Metabolism)

Chez de nombreuses plantes adaptées aux régions sèches ou aux sols salés (plantes succulentes comme les Crassulacées ou les Cactées), les stomates sont ouverts la nuit et fermés le jour et la transpiration ne se produit que pendant la nuit. La lumière ne provoque pas chez elles l’ouverture des stomates contrairement à la plupart des autres plantes.

Conclusion

Les facteurs écologiques agissent sur la transpiration (et aussi sur l’absorption de l’eau) dans le même sens que sur l’évaporation mais la plante exerce un contrôle physiologique sur les conditions de l’évaporation qui lui permet de la limiter si elle devient dangereuse pour sa survie. Ceci se traduit par une périodicité dans la transpiration et dans l’absorption tant à l’échelle de la saison qu’à l’échelle de la journée. Le froid hivernal provoque la fermeture des stomates de même que la chaleur excessive de l’été.

Au cours d’une journée, la transpiration et l’absorption varient de façon similaire. La nuit, la baisse de la température provoque la fermeture des stomates et ralentit l’absorption. Le jour, l’augmentation de la température stimule l’absorption et en même temps l’ouverture des stomates qui est aussi stimulée par l’action de la lumière. On observe en outre souvent une " dépression de midi " lorsque les seuils sont atteints lors d’une journée chaude et/ou sèche ce qui permet à la plante d’éviter un stress hydrique.


SUGGESTIONS D'APPLICATIONS PEDAGOGIQUES
Expériences envisageables
  • Suivi de la transpiration au cours d’un nycthémère ou pendant plusieurs jours avec suivi parallèle de l’éclairement et de la température
  • Intensité de la transpiration en fonction du nombre de feuilles
  • Mesure de la transpiration en fonction de la lumière
    • Sur sol humide
    • Sur sol sec
    • Sur feuille isolée
  • Mesure de la transpiration en fonction de la température
    • Sur feuilles en place (température du pot)
    • Sur feuille isolée (température de l’eau, de l’enceinte)
    • Comparaison de l’intensité de transpiration des faces supérieures et inférieure d’une feuille
      • Feuille en place
      • Feuille isolée
  • Action de l’humidité de l’air
  • Action du dioxyde de carbone
  • Action de substances chimiques (acide abcissique, fusicoccine)
  • Comparaison de diverses plantes
N’importe quelle plante dont les dimensions des feuilles sont compatibles avec celles de l’enceinte peut être utilisée pour ces expériences, mais certaines se prêtent mieux que d’autres à la mise en place dans l’enceinte si l’on veut les conserver in situ. Il en est de même lorsque l’on étudie une feuille isolée.

Les essais ont été réalisés sur du Lierre, du Fusain, du Pélargonium, de jeunes plants de Maïs, de la Misère.

En règle générale, il sera plus pratique d’utiliser, pour les plantes en pot, des plantes ayant des entre-nœuds ou des pétioles assez longs facilitant leur insertion dans le bouchon (Lierre, Fusain). Pour les feuilles isolées, choisir des feuilles ayant un pétiole assez long pour la même raison (Pélargonium).


QUESTIONS FREQUENTES

Peut-on utiliser le système sans étalonnage ?

Le système peut être utilisé directement si l’on souhaite se limiter à des expériences qualitatives (mise en évidence de phénomènes), à des comparaisons ou à des mesures relatives. Si l’on souhaite mener des expériences quantitatives, il faut procéder à un étalonnage du dispositif car la courbe de réponse des capteurs n’est pas une droite. Dans ce cas, il faut absolument veiller à ce que le débit de l’air dans l’enceinte soit le même lors de l’étalonnage et lors de l’utilisation. En outre, l’étalonnage réalisé ne sera valable que dans des conditions d’hygrométrie identiques à celles des expériences. Pour la mise en évidence et l’étude en seconde d’un flux hydrique à travers les végétaux et des structures et fonctions des feuilles, l’étalonnage n’est pas nécessaire.

Comment obtenir une atmosphère plus ou moins sèche ?

Faire passer le courant gazeux à travers un flacon contenant du chlorure de calcium. Changer fréquemment le sel qui se sature rapidement. Déterminer empiriquement la quantité de sel à placer en fonction du volume du flacon pour obtenir une valeur de HRE déterminée.

Comment faire revenir les capteurs au minimum rapidement ?

Les placer dans un récipient contenant du chlorure de calcium.

Comment vérifier que l’air circule et contrôler le débit gazeux ?

Afin de vérifier la régularité du débit d’air traversant l’enceinte, deux solutions sont envisageables. On peut intercaler dans la tuyauterie d’alimentation un indicateur de flux à pales dont la vitesse de rotation est proportionnelle au débit d’air. On peut aussi mettre en communication la chambre contenant le capteur de sortie avec un récipient d’eau et régler le débit des bulles avec une pince de Möhr à vis.

Quelques conseils pratiques

  • Toujours bien vérifier que l’ensemble du circuit est étanche.
  • Utiliser le moins de raccords possible. Pour raccorder les différents éléments, prendre des petits morceaux de tuyau de différents diamètre : ils s’emboîtent parfaitement les uns dans les autres avec une complète étanchéité.
  • La réponse des plantes aux modifications des facteurs de l’environnement varie considérablement selon les espèces. Il faudra donc toujours tester au préalable les plantes que l’on désire utiliser en TP avec les élèves, deux plantes différentes pouvant avoir des réponses très différentes dans une même expérience.
  • Il ne faut pas faire de mesure pendant que l’on manipule une feuille car dans ce cas, de la vapeur d’eau est émise abondamment. Attendre la stabilisation des capteurs avant de lancer les mesures.
  • Déterminer au préalable le nombre optimal de feuilles à placer dans l’enceinte pour que la valeur maximale affichée à l’écran se trouve autour de 70 à 80 %. Pour déterminer cette valeur, faire des essais avec un sol humide et une forte intensité lumineuse.
  • Ne pas mettre la lampe trop près de l’enceinte : une élévation de température excessive et/ou une intensité lumineuse trop forte provoquent la fermeture des stomates. Pour faire des comparaisons entre expériences successives, veiller soigneusement à ce que le débit d’air soit le même. La transpiration varie considérablement avec la vitesse de circulation de l’air autour des feuilles.

PROTOCOLES EXPERIMENTAUX
ENREGISTREMENT SIMULTANE DE LA TRANSPIRATION ET DE PARAMETRES ENVIRONNEMENTAUX

Placer un capteur dans la chambre d’entrée de l’enceinte et un capteur dans la chambre de sortie en engageant leur fil dans la fente correspondante des bouchons (voir montage). De la même façon, placer les capteurs de lumière et de température .

Paramétrer l’interface pour plusieurs jours d’acquisition (en utilisant par exemple le logiciel Mélorphy) et placer le montage sur le bord d’une fenêtre. La figure 1-1 présente les résultats obtenus pour le lierre terrestre.

Toutefois, les résultats bruts sont difficiles à utiliser tels quels. Il est préférable de les traiter pour faire ressortir l’information pertinente. Pour cela, on effectue par logiciel la différence entre HRs et Hre pour obtenir un tracé représentant la transpiration et on supprime le tracé de la température dont les variations ne sont pas significatives. On obtient ainsi la figure 1-2.

Dès lors, la corrélation entre lumière et transpiration devient très nette et il est possible de poser le problème de cette corrélation. Diverses expériences peuvent être mises en œuvre pour le résoudre.


ACTION DE LA LUMIERE SUR LA TRANSPIRATION (LIERRE TERRESTRE)

Placer un capteur dans la chambre d’entrée de l’enceinte et un capteur dans la chambre de sortie en engageant leur fil dans la fente correspondante des bouchons. De la même façon, placer les capteurs de lumière et de température.

Relier la pompe à l’enceinte d’entrée par un tuyau s’engageant dans le bouchon.

Engager dans la fente du bouchon prévue à cet effet la tige d’un rameau de lierre terrestre comportant plusieurs feuilles et entourer l’enceinte de papier d’aluminium pour mettre la plante à l’obscurité pendant 10 minutes. Procéder au paramétrage des acquisitions (20 min. à 1 heure).

Lancer l’acquisition et allumer le spot au bout de quelques minutes.

La  figure 2 présente l’enregistrement simultané de HR à l ’entrée, de la transpiration calculée par la différence entre les valeurs de HRs et HRe et de l’intensité lumineuse à l’intérieur de l’enceinte. A deux reprises, on a allumé la lumière, le spot ayant été rapproché de l’enceinte la seconde fois.

On constate que l’éclairement entraîne une augmentation de la vapeur d’eau produite par la plante après un temps de latence. L’arrêt de l’éclairement est suivi d’une diminution de la transpiration après un temps de latence. Lors d’un éclairement plus intense, la transpiration est plus élevée. Ainsi, la lumière semble stimuler la transpiration.

En conséquence, elle sera utilisée dans les expériences suivantes pour déclencher la transpiration et étudier ainsi l’action d’autres facteurs.


TRANSPIRATION EN FONCTION DU NOMBRE DE FEUILLES EN EXPERIENCE (Lierre terrestre)

Procéder comme précédemment en répétant la procédure pour un nombre variable de feuilles de Lierre (1, 2, 3, 5 feuilles par exemple). Superposer les tracés pour comparer l’intensité de transpiration dans chaque cas et relever la valeur maximale atteinte. Reporter les données dans un nouveau fichier exprimant la transpiration en fonction du nombre de feuilles.

Voir figure 3.

Les résultats obtenus sont à corriger en fonction de la courbe de réponse du capteur hygrométrique. Celle-ci correspond aux données des figures 3-1 et 3-2. Un nombre variable de gouttes ayant été déposé sur un carré de papier filtre placé dans l’enceinte, on a mesuré l’humidité avec un capteur.

La figure 3-1 montre les résultats obtenus.

Les pentes des tracés ont été ensuite calculées pour construire le graphique de la figure 3-2.


REPONSES DES FACES SUPERIEURE ET INFERIEURE A UN ECLAIREMENT

Relier les cordons des capteurs d’humidité aux entrées du boîtier conditionneur et le câble du boîtier à l’entrée F sur le côté de l’interface. Brancher le capteur luxmètre. Mettre sous tension, lancer le logiciel.

Placer un capteur sur la face supérieure d’une feuille et l’autre sur la face inférieure (utiliser une plante en pot) et les maintenir appliqués contre la feuille avec une pince de laboratoire ou une pince à linge. Mettre la feuille à l’obscurité en l’entourant de papier d’aluminium.

Laisser reposer jusqu’à stabilisation des capteurs (jusqu’à ce que la réponse des capteurs devienne plate : lorsque l’on manipule les feuilles, elles émettent de la vapeur d’eau sous la pression des doigts et des pinces).

Programmer l’acquisition pour 10 à 15 minutes.

Lancer l’acquisition et allumer le spot au bout de quelques minutes en le dirigeant de façon à ce qu’il éclaire les deux faces.

Lierre terrestre

On constate une augmentation de l’humidité du côté de la face inférieure mais non du côté de la face supérieure suite à l’éclairement. On peut supposer que la face supérieure ne comporte pas de stomates, hypothèse testable par l’observation ou les données de la littérature. La vapeur d’eau émise par transpiration se produit là où se trouvent des stomates.

Photorécepteurs et transpiration

Le montage est le même que précédemment, mais on compare ici les variations de transpiration en fonction d’un éclairement de même intensité appliqué soit à la face supérieure, soit à la face inférieure. Superposition des résultats obtenus lorsqu’on éclaire soit la face inférieure, soit la face supérieure de la feuille (résultats figure 4).

Dans les deux situations, seule la face inférieure transpire confirmant l’absence de stomates sur la face supérieure. De plus, la transpiration est beaucoup plus intense lorsque c’est la face inférieure qui est éclairée : le filtrage des radiations lumineuses par la feuille aboutit à une moindre stimulation des photorécepteurs à l’origine de l’ouverture rapide des stomates à la lumière.

Des essais menés sur diverses plantes (misère, géranium des fleuristes, fusain) permettent de rechercher les relations entre nombre, disposition, dispositifs annexes etc. et transpiration d’autre part.

Les différentes plantes réagissent différemment aux mêmes conditions ce qui reflète les particularités de leur adaptation éco-physiologique.


TRANSPIRATION EN FONCTION DE LA TEMPERATURE DU SOL

Un rameau de Lierre terrestre comportant 6 feuilles est placé dans l’enceinte de même qu’un capteur de température et un capteur de lumière. Un deuxième capteur de température est enfoncé dans la terre du pot et le pot est placé dans un récipient contenant de la glace. La terre est alors arrosée avec de l’eau glacée puis l’eau en excès est enlevée et la terre de nouveau arrosée jusqu’à ce que la température se stabilise à la valeur voulue. Après démarrage de l’acquisition, l’enceinte est éclairée.
La figure 5-1 montre la superposition des graphiques donnant l’intensité de la transpiration en fonction de la température du sol, le feuillage lui-même restant à température ambiante.

Le décalage des tracés est dû au fait que l’éclairage n’a pas été appliqué au même moment dans chaque cas.

Tracé 1 : 4.5°C ; 2 : 6.5 °C ; 3 : 10.3 °C ; 4 : 18.2 °C; 5 : 22.2 °C

On constate que la transpiration faible pour des températures du sol inférieures ou égales à 10°C augmente considérablement au delà de 18°C. Les basses température du sol et/ou des racines inhibent la transpiration.

Dans la figure 5-2, graphique secondaire obtenu en plaçant en abscisses la température du sol et en ordonnées la différence entre les valeurs maximale (lumière) et minimale (obscurité) délivrées par le capteur de sortie pour chaque température du sol, la relation température du sol - transpiration apparaît plus précisément.


Bibliographie
Cruziat P. & Lagouarde J.P. Actes de l’école-chercheurs INRA en bioclimatologie, Tome 1 : de la plante au couvert végétal, INRA,1996, 670 p
Darrigan J.M. & Turck M. Etude expérimentale de la transpiration des végétaux. L’informatique scientifique dans l’enseignement de la biologie et de la géologie au lycée, INRP, 1991, pp 181-185
Grignon C. Les transports chez les végétaux, 2ème partie, 1989, Biologie-Géologie, volume 2, pp 331- 364
Heller R. Abrégé de physiologie végétale, tome 1 : nutrition, Masson, 1977, 244 p
Pol D. Etude de la transpiration d'une plante par ExAO. Actes du colloque "Informatique et communication dans l'enseignement des sciences de la vie et de la Terre", INRP 1997 Lire les résumés sur le site de l'INRP

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